• Главная
  • Полезные ссылки
  • О журнале
  • Авторам
  • Редакционная коллегия

    •
    Вестник проблем биологии и медицины / Выпуск 4 том 1 (153), 2019 / ЗАЩИТНЫЕ СРЕДЫ ДЛЯ ХРАНЕНИЯ СТАНДАРТНОГО ШТАММА ВИРУСА БЕШЕНСТВА CVS ПРИ ТЕМПЕРАТУРАХ –20, –80°C

    Варяница В. В., Высеканцев И. П.

    ЗАЩИТНЫЕ СРЕДЫ ДЛЯ ХРАНЕНИЯ СТАНДАРТНОГО ШТАММА ВИРУСА БЕШЕНСТВА CVS ПРИ ТЕМПЕРАТУРАХ –20, –80°C

    Об авторе:

    Варяница В. В., Высеканцев И. П.

    Рубрика:

    МИКРОБИОЛОГИЯ

    Тип статьи:

    Научная статья.

    Аннотация:

    В работе исследовали различные составы консервирующих сред для долгосрочного хранения при температурах –20 и –80о С стандартного штамма вируса бешенства CVS, который используется в производстве для контроля антирабических препаратов. Показатели инфекционной активности вируса, хранившегося при –80о С, были статистически значимо выше, чем в образцах, хранившихся при –20о С. В процессе хранения при данных температурах в течение года (срок наблюдения) наиболее высокие показатели сохранности вируса бешенства штамма CVS обеспечивали консервирующие среды на основе ростовой среды без добавок и с добавлением сахарозы, глицерина, ДМСО и желатина. Учитывая то, что значимую эффективность по сравнению со средой без добавок при –80о С показала только среда с добавлением сахарозы, для долгосрочного хранения стандартного штамма вируса бешенства CVS в условиях производства антирабических препаратов рекомендована защитная среда на основе ростовой среды вируса с добавлением сахарозы (5–7,5%) и температура хранения –80о С.

    Ключевые слова:

    вирус бешенства, культура клеток, долгосрочное хранение, защитные среды, сохранность вируса, инфекционная активность вируса.

    Список цитируемой литературы:

    1. Burkova VV, Vysekantsev IP, Lavrik AA. Sokhrannost infektsionnoi aktivnosti promyshlennykh shtammov virusa beshenstva khranivshikhsia pri razlichnykh temperaturakh. Zhivye i biokosnye sistemy [Internet]. 2014;9:1-11. [Cited 01.10.19]. Dostupno: http://www.jbks.ru/archive/ issue-9/article-23 [in Russian].
    2. Hooper DC. Rabies virus. In: Detrick B, Schmitz JL, Hamilton RG, editors. Manual of molecular and clinical laboratory immunology. 8th ed. Washington, DC: ASM Press; 2016. p. 665-73.
    3. Singh R, Singh KP, Cherian S, Saminathan M, Kapoor S, Manjunatha Reddy GB, et al. Rabies – epidemiology, pathogenesis, public health concerns and advances in diagnosis and control: a comprehensive review. Veterinary Quarterly. 2017;37(1):212-51. DOI: 10.1080/01652176.2017.1343516
    4. Trimarchi CV, Rudd RD, Safford JrM. An in vitro virus neutralization test for rabies antibody. In: Meslin FX, Kaplan MM, Koprowski H, editors. Laboratory techniques in rabies. 4th ed. Geneva: World Health Organization; 1996. p. 193-9.
    5. Varianytsia VV, Vysekantsev IP. Infectious Activity of L. Pasteur Rabies Virus Vaccine Strain Frozen-Dried in Various Protective Media And Then Stored at Various Temperatures. Problems of Cryobiology and Cryomedicine. 2018;28(4):333-42. DOI: https://doi.org/10.15407/ cryo28.04.333
    6.  WHO Expert Committee on Biological Standardization. Recommendations for inactivated rabies vaccine for human use produced in cell substrates and embryonated eggs. In: WHO Technical Report Series – 941. Fifty-sixth report. Geneva: World Health Organization; 2007. p. 83-132. Cited in: PubMed; PMID: 18314862.
    7. World Health Organization. Rabies vaccines: WHO position paper, April 2018 – recommendations. Vaccine. 2018;36(37):5500-3. DOI: 10.1016/j.vaccine.2018.06.061
    8. World Health Organization. WHO expert consultation on rabies: third report. Geneva: World Health Organization; 2018. 184 p.
    9. Yousaf MZ, Qasim M, Zia S, Khan Mu, Ashfaq UA, Khan S. Rabies molecular virology, diagnosis, prevention and treatment. Virology Journal. 2012;9(1):1-5. DOI: 10.1186/1743-422X-9-50
    10. Smith JS. A rapid fluorescent focus inhibition test (RFFIT) for determining rabies virus-neutralizing antibody. In: Meslin FX, Kaplan MM, Koprowski H, editors. Laboratory techniques in rabies. 4th ed. Geneva: World Health Organization; 1996. p. 181-9.
    11. Costa EC, Teixeira MFS, Aguiar TDF, Rolim BN, Romijm PC, Rocha MFG. Rabies virus viability after short-term cryopreservation using cryoprotectant agents. Revista do Instituto Adolfo Lutz. 2011;70:106-12.
    12. Gupta CK, Leszczynski J, Gupta RK, Siber GR. Stabilization of respiratory syncytial virus (RSV) against thermal inactivation and freeze-thaw cycles for development and control of RSV vaccines and immune globulin. Vaccine. 1996;14(15):1417-20. DOI: 10.1016/s0264-410x(96)00096-5
    13. Varianytsia VV, Vysekantsev IP. Storage methods of complex RNA viruses. Problems of Cryobiology and Cryomedicine. 2017;27(4):287-95. DOI: https://doi.org/10.15407/cryo27.04.287
    14. Johnson FB. Transport of viral specimens. Clinical Microbiology Reviews. 1990;3(2):120-31. DOI: 10.1128/cmr.3.2.120
    15. Tedeschi R, De Paoli P. Collection and preservation of frozen microorganisms. Methods in Molecular Biology. 2011;675:313-26. DOI: 10.1007/978-1-59745-423-0_18
    16. Alonso S. Novel preservation techniques for microbial cultures. In: Ojha K, Tiwari B, editors. Novel Food Fermentation Technologies. Food Engineering Series. Cham: Springer; 2016. Chapter 2; p. 7-33. DOI: 10.1007/978-3-319-42457-6_2
    17. Pegg DE. Principles of cryopreservation. Methods in Molecular Biology. 2015;1257:3-19. DOI: 10.1007/978-1-4939-2193-5_1
    18. Gould EA. Methods for long-term virus preservation. Molecular Biotechnology. 1999;13(1):57-66. DOI: 10.1385/MB:13:1:57
    19. ATCC. Virology guide. Tips and techniques for propagating virus in tissue culture and embryonated chicken eggs [Internet]. Manassas: American Type Culture Collection; 2016. 32 p. [Cited 25.09.18] Available from: https://www.atcc.org/~/media/PDFs/Culture%20Guides/ Virology_Guide.ashx
    20. Hubálek Z. Protectants used in the cryopreservation of microorganisms. Cryobiology. 2003;46(3):205-29. Cited in: PubMed; PMID: 12818211.
    21. Chun BH, Lee YK, Lee BC, Chung N. Development of a varicella virus vaccine stabilizer containing no animal8-derived component. Biotechnology Letters. 2004;26(10):807-12.
    22. Cardoso FMC, Petrovajová D, Horňáková T. Viral vaccine stabilizers: status and trends. Acta Virologica. 2017;61(3):231-9. DOI: 10.4149/ av_2017_301
    23. Liu G, Li S, Yuan H, Hao M, Wurihan, Yun Z, et al. Effect of sodium alginate on mouse ovary vitrification. Theriogenology. 2018;113:78-4. DOI: 10.1016/j.theriogenology.2018.02.006
    24. Lee KY, Mooney DJ. Alginate: properties and biomedical applications. Progress in Polymer Science. 2012 Jan;37(1):106-26. DOI: 10.1016/j. progpolymsci.2011.06.003
    25. Aubert MFA. Methods for the calculation of titers. In: Meslin FX, Kaplan MM, Koprowski H, editors. Laboratory techniques in rabies. 4th ed. Geneva: World Health Organization; 1996. p. 445-59.
    26. Rokickij PF. Biologicheskaia statistika. Minsk: Vysshaia shkola; 1973. 320 s. [in Russian].
    27. Atramentova LA, Utevskaia OM. Statisticheskie metody v biologii. Gorlovka: Likhtar; 2008. 248 s. [in Russian].
    28. Mazur P. Cryobiology: the freezing of biological systems. Science. 1970;168(3934):939-49. Cited in: PubMed; PMID: 5462399.
    29. Belous AM, Grishchenko VI. Kriobiologiia. Kiev: Naukova dumka; 1994. 432 s. [in Russian].

    Публикация статьи:

    «Вестник проблем биологии и медицины» Выпуск 4 том 1 (153), 2019 год, 205-211 страницы, код УДК 578.824.11:57.043:578.22:578.72:615.371

    DOI:

    10.29254/2077-4214-2019-4-1-153-205-211