ВПЛИВ СТАФІЛОКОКОВОГО БАКТЕРІОФАГУ НА БІОПЛІВКИ ШТАМІВ STAPHYLOCOCCUS AUREUS ЧУТЛИВИХ І РЕЗИСТЕНТНИХ ДО ЦЕФОТАКСИМУ ТА АЗИТРОМІЦИНУ ЗАЛЕЖНО ВІД ХІМІЧНОГО СКЛАДУ ЇХ МАТРИКСУ

Воробєй Є. С., Воронкова О. С., Вінніков А. І.

МІКРОБІОЛОГІЯ

Наукова стаття

При дослідженні складу матриксу біоплівок штамів S. аureus визначено, що при обробці плівок періодатом натрія оптична густина елюйованого барвника знижувалася на 47,00 ± 2,87% для чутливого до цефотаксиму та азитроміцину штаму та 59,02 ± 2,10% — для резистентного, що вказує на переважний вміст екзополісахаридів і співпадає з найбільшим впливом на біоплівки стафілококового бактеріофагу (зниження оптичної густини на 19,1% та кількості клітин у 253,0 рази для чутливого до антибіотиків штаму і на 33,9% та 393,6 рази відповідно — для резистентного). При обробці біоплівок протеїназою К оптична густина знижувалася на 8,52 ± 1,72% для чутливого штаму та 3,52 ± 1,11% — для резистентного, а при обробці трипсином — на 12,16 ± 1,49% та 7,20 ± 2,12% відповідно. Обробка ДНКазою призводила до зменшення оптичної густини на 15,72 ± 2,55% та 14,50 ± 1,33%. Це свідчить, що інтенсивність впливу фагового препарату на біоплівки досліджених штамів S. аureus залежала від кількості екзополісахариду у складі їх матриксу.

стафілококи, біоплівка, матрикс, екзополісахариди, оптична густина

• 1. Биопленки патогенных бактерий и их роль в хронизации инфекционного процесса. Поиск средств борьбы с биопленками / Ю. М. Романова, Л. В. Диденко, Э. Р. Толордава [и др.] // Вестник РАМН. – 2011. – № 10. – С. 31-39.
• 2. Современные технологии исследования бактериальных биопленок / И. В. Чеботарь, А. Г. Погорелов, В. А. Яшин [и др.] // Современные технологии в медицине. – 2013. – Т. 5, № 1. – С. 14-20.
• 3. Abedon S. T. Ecology of anti-biofilm agents II: bacteriophage exploitation and biocontrol of biofilm bacteria / S. T. Abedon // Pharmaceuticals. – 2015. – Vol. 8, № 3. – P. 559-589.
• 4. Adams M. H. An enzyme produced by a phage-host cell system II. The properties of the polysaccharide depolymerase / M. H. Adams, B. H. Park // Virology. – 1956. – Vol. 2, № 6. – P. 719-736.
• 5. Bacterial extracellular polysaccharides involved in biofilm formation / B. Vu, M. Chen, R. J. Crawford [et al.] // Molecules. – 2009. – Vol. 14, № 7. – P. 2535-2554.
• 6. Bacteriophage and associated polysaccharide depolymerases – novel tools for study of bacterial biofilms / K. A. Hughes, I. W. Sutherland, J. Clark [et al.] // Journal of Applied Microbiology. – 1998. – Vol. 85, № 3. – P. 583-590.
• 7. Chan B. K. Bacteriophages and their enzymes in biofilm control / B. K. Chan, S. T. Abedon // Current Pharmaceutical Design. – 2015. – Vol. 21, № 1. – P. 85-99.
• 8. Differential roles of Poly-N-acetylglucosamine surface polysaccharide and extracellular DNA in Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms / E. A. Izano, M. A. Amarante, W. B. Kher [et al.] // Applied and Environmental Microbiology. – 2008. – Vol. 74, № 2. – P. 470-476.
• 9. Doolittle M. M. Tracing the interaction of bacteriophage with bacterial biofilms using fluorescent and chromogenic probes / M. M. Doolittle, J. J. Cooney, D. E. Caldwell // Journal of Industrial Microbiology. – 1996. – Vol. 16. – P. 331-341.
• 10. Extracellular DNA in biofilms / L. Montanaro, A. Poggi, L. Visai [et al.] // The International Journal of Artificial Organs. – 2011. – Vol. 34, № 9. – P. 824-831.
• 11. Flemming H.-C. The biofilm matrix / H.-C. Flemming, J. Wingender // Nature Reviews Microbiology. – 2010. – Vol. 8, № 9. – P. 623-633.
• 12. Frank K. L. Poly-N-Acetylglucosamine is not a major component of the extracellular matrix in biofilms formed by icaADBC-positive Staphylococcus lugdunensis isolates / K. L. Frank, R. Patel // Infection and Immunity. – 2007. – Vol. 75, № 10. – P. 4728-4742.
• 13. How Staphylococcus aureus biofilms develop their characteristic structure / S. Periasamy, H.-S. Joo, A. C. Duong [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. – 2012. – Vol. 109, № 4. – P. 1281-1286.
• 14. Kutateladze M. Bacteriophages as potential new therapeutics to replace or supplement antibiotics / M. Kutateladze, R. Adamia // Trends in Biotechnology. – 2010. –Vol. 28, № 12. – P. 591-595.
• 15. Lindberg A. A. Bacterial surface carbohydrates and bacteriophage adsorption / A. A. Lindberg // Surface Carbohydrates of the Prokaryotic Cell / ed. I. W. Sutherland. – London: Academic Press, 1977. – P. 289-356.
• 16. Protein A-mediated multicellular behavior in Staphylococcus aureus / N. Merino, A. Toledo-Arana, M. Vergara-Irigaray [et al.] // Journal of Bacteriology. – 2009. – Vol. 191, № 3. – P. 832-843.
• 17. Scholl D. Polysaccharide-degrading phages / D. School, C. Merril // Phages: their role in bacterial pathogenesis and biotechnology / eds. M. K. Waldor, D. I. Friedman, S. L. Adhya. – Washington DC: ASM Press, 2005. – P. 400-414.
• 18. Susceptibility of staphylococcal biofilms to enzymatic treatments depends on their chemical composition / P. Chaignon, I. Sadovskaya, Ch. Ragunah [et al.] // Applied Microbiology and Biotechnology. – 2007. – Vol. 75, № 1. – P. 125-132.
• 19. The anchorless adhesin Eap (extracellular adherence protein) from Staphylococcus aureus selectively recognizes extracellular matrix aggregates but binds promiscuously to monomeric matrix macromolecules / U. Hansen, M. Hussain, D. Villone [et al.] // Matrix Biology. – 2006. – Vol. 25, № 4. – P. 252-260.
• 20. The interaction of phage and biofilms / I. W. Sutherland, K. A. Hughes, L. C. Skillman [et al.] // FEMS Microbiology Letters. – 2004. – Vol. 232, № 1. – P. 1-6. – Mode of access: www.fems-microbiology.org.
• 21. Wall teichoic acids are dispensable for anchoring the PNAG exopolysaccharide to the Staphylococcus aureus cell surface / M. Vergara-Irigaray, T. Maira-Litran, N. Merino [et al.] // Microbiology. – 2008. – № 154, № 3. – P. 865-877.

«Вістник проблем біології і медицини» Випуск 1 Том 1 (126), 2016 рік , 249-253 сторінки, код УДК 579.61: 616-095