РОЛЬ ГІПОКСІЇ ТА МІТОХОНДРІАЛЬНОЇ ДИСФУНКЦІЇ В МЕХАНІЗМАХ РОЗВИТКУ ЕКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЇ ДЕМЕНЦІЇ АЛЬЦГЕЙМЕРІВСЬКОГО ТИПУ РІЗНОГО ГЕНЕЗУ У ЩУРІВ, ОЦІНКА МОЖЛИВОСТІ КОРЕКЦІЇ ДАНОГО СТАНУ МЕЗЕНХІМАЛЬНИМИ СТОВБУРОВИМИ КЛІТИНАМИ

Зоренко Є. М., Павлова О. О., Горбач Т. В., Мартинова С. М.

КЛІНІЧНА ТА ЕКСПЕРИМЕНТАЛЬНА МЕДИЦИНА

Наукова стаття

Резюме. Відомо, що порушення синаптичної передачі імпульсів лежить в основі багатьох нейродегенеративних захворювань, в том числі при хворобі Альцгеймера. Доказано, що ключову роль в синаптичній дисфункції відіграють не тільки амілоїдні бляшки, але й гіпоксія та порушення функції мітохондрій. Водночас, яку роль в механізмах виникнення деменції альцгеймерівського типу різного походження відіграють ці фактори - мало відомо. Мета дослідження: визначення ролі гіпоксії та мітохондріальної дисфункції в механізмах розвитку деменції альцгеймерівського типу різного генезу у щурів, а також можливості корекції даного стану мезенхімальними стовбуровими клітинами. Об’єкт і методи дослідження. 32 щура-самця популяції WAG масою 180-250 гр (n=8 в кожній групі) впродовж 14 та 28 днів отримували внутрішньочеревні ін’єкції водного розчину нітриту натрію в дозі 50 мг/кг (групи Н-14, Н-28 зі нітрит-індукованою деменцією), а також розчин скополаміна бутилброміду в дозі 1 мг/ кг (групи СК-14, СК-28 зі скополамін-індукованою деменцією). Інші 32-щура-самця груп НС-14, НС-28, СКС-14, СКС-28 отримували внутрішньовенно мезенхімальні стовбурові клітини (МСК) після закінчення ін’єкцій нітриту натрію та скополаміну. Щури групи контролю (гр. К, n=16) отримували ін’єкції фізіологічного розчину за тією ж схемою. З експерименту щурів виводили через 14 днів після останньої ін’єкції мезенхімальних стовбурових клітин. Концентрацію 2,3-дифосфогліцерату в еритроцитах крові (2,3-ДФГ, мкмоль/л), ацетилхоліну (АХ, мкг/г) й АТФ (мкмоль/г) – в гомогенатах головного мозку (ГМ), кардіоліпіну (нмоль/мг білка) – в мітохондріях ГМ визначали cпектрофотометрично. Результати. Рівень 2,3-ДФГ (нітритна модель) дозозалежно був збільшеним у щурів гр.Н-14, Н-28, в той час як у щурів зі скополамін-індукованою деменцією збільшення цього показника вдвічі спостерігалось тільки в гр. СК-28 в порівнянні з гр. К, але було менш виразним, ніж в гр. Н-28. Концентрація АТФ та кардіоліпіну в усіх експериментальних групах була зниженою в порівнянні з гр.К, проте слід відзначити, що в гр. Н-14, Н-28 вміст кардіоліпіну в мітохондріях був значно нижче, ніж в гр.СК-14, СК-28. Рівень АХ в гр. Н-14, Н-28, СК-14 майже не змінювався, в той час як в гр. СК-28 був зниженим максимально в порівнянні з таким в гр. К. Введення МСК сприяло поліпшенню енергетичного обміну, зниженню рівня гіпоксії, нормалізації рівня АХ, але рівень кардіоліпіну не відновлювався до контрольного рівня. Висновки. Загальним фактором патогенезу в умовах обох досліджуваних моделей була мітохондріальна дисфункція. Початковим фактором порушення функцій мітохондрій в нітритній моделі була гемічна гіпоксія та ендотеліальна дисфункція, а в скополаміновій – дефіцит ацетилхоліну з подальшим відкладенням амілоїду в тканині та судинах. Корекція деменції альцгеймерівського типу різного генезу можлива за допомогою мезенхімальних стовбурових клітин, внутрішньовенне введення яких загалом сприяло поліпшенню функцій митохондрій, але без повного їх відновлення.

деменція, гіпоксія, мітохондрії, стовбурові клітини, щури.

1. Flannery PJ, Trushina E. Mitochondrial dynamics and transport in Alzheimer’s disease. Mol Cell Neurosci. 2019;98:109–20.
2. Putti R, Sica R, Migliaccio V, Lionetti L. Diet impact on mitochondrial bioenergetics and dynamics. Front Physiol. 2015;6:109.
3. Lionetti L, Mollica MP, Donizzetti I, Gifuni G, Sica R, Pignalosa A, et al. High-lard and high-fish-oil diets differ in their effects on function and dynamic behaviour of rat hepatic mitochondria. PLoS One. 2014;9(3):e92753.
4. Manoharan S, Guillemin GJ, Abiramasundari RS, Essa MM, Akbar M, Akbar MD. The role of reactive oxygen species in the pathogenesis of Alzheimer’s disease, Parkinson’s disease, and Huntington’s disease: A mini review. Oxid Med Cell Longev. 2016;2016:8590578.
5. Cid-Castro C, Hernández-Espinosa DR, Morán J. ROS as regulators of mitochondrial dynamics in neurons. Cell Mol Neurobiol. 2018;38(5):995–1007.
6. Manczak M, Kandimalla R, Fry D, Sesaki H, Reddy PH. Protective effects of reduced dynamin-related protein 1 against amyloid betainduced mitochondrial dysfunction and synaptic damage in Alzheimer’s disease. Hum Mol Genet. 2016;25(23):5148–66.
7. Zhang L, Trushin S, Christensen TA, Bachmeier BV, Gateno B, Schroeder A, et al. Altered brain energetics induces mitochondrial fission arrest in Alzheimer’s Disease. Sci Rep. 2016;6:18725.
8. Darshi M, Mendiola VL, Mackey MR, Murphy AN, Koller A, Perkins GA, et al. ChChd3, an inner mitochondrial membrane protein, is essential for maintaining crista integrity and mitochondrial function. J Biol Chem. 2011;286(4):2918–32.
9. Cai Q, Tammineni P. Mitochondrial aspects of synaptic dysfunction in Alzheimer’s disease. J Alzheimers Dis. 2017;57(4):1087–103.
10. Lin M-Y, Sheng Z-H. Regulation of mitochondrial transport in neurons. Exp Cell Res. 2015;334(1):35–44.
11. Solaini G, Baracca A, Lenaz G, Sgarbi G. Hypoxia and mitochondrial oxidative metabolism. Biochim Biophys Acta. 2010;1797(6.7):1171–7.
12. Ham PB, Raju R. Mitochondrial function in hypoxic ischemic injury and influence of aging. Prog Neurobiol. 2017;157:92–116.
13. Joshi AS, Thompson MN, Fei N, Hüttemann M, Greenberg ML. Cardiolipin and mitochondrial phosphatidylethanolamine have overlapping functions in mitochondrial fusion in Saccharomyces cerevisiae. Journal Biol Chem. 2012;287(21):17589–97.
14. Nikolayeva OV, Pavlova OO, Lukyanova YM, Gubina-Vakulik GI, Gorbach TV, vynakhid. KHNMU, patentovlasnyk. Sposib modelyuvannya dementsiyi altsgeymerivskogo typu sudynnogo pokhodzhennya u shchuriv. Patent Ukrainy № 141759. 2020 Kvit 27. [in Ukrainian].
15. Dejko R, Shtrigol S, Laryanovskaya Y, Gorbach TV, Gubina-Vakulik G, Devyatkina N, et al. Chronic blockade of central muscarinic receptors in rats reproduces primary pathogenetic links of Alzheimer’s disease. Aktualʹni problemy suchasnoyi medytsyny. 2017;17(3):13-25. [in Ukrainian].
16. Meshkova NP. Praktykum po byokhymyy. M.: yzdatelstvo moskovskogo unyversyteta; 1979. 430 s. [in Russian].
17. Pyatikop V, Msallam MA Jr, Shchegelskaya E, Kutovoy I, Gubina-Vakulik G. Migration features of labeled bone marrow mesenchymal stem cells in rats with modeled Parkinson-like syndrome. Ukrayin neyrokhirurhichnyy zhurnal. 2014;3:42–8. [in Ukrainian].
18. Mranova YS. Opredelenye 2,3 DFG y ATF v erytrotsytakh. Laboratornoe delo. 1975;7:652–654. [in Russian].
19. Trubytsyna YE, Drozdov VN, Lazebnyk LB, Lychkova AE, izobretatel’. Sposob opredelenyya atsetylkholyna. Patent Rosii № 2256920. 2003 Sent 15. [in Russian].
20. Prokhorova MY. Metody byokhymycheskykh yssledovanyy (lypydnyy y energetycheskyy obmen). Lenyngrad: Yzdatelstvo Lenyngrad unyversyteta; 1982. 272 s. [in Russian].
21. Lemeshko VV. Mitokhondrii. Akkumulyatsiya energii i regulyatsiya fermentativnykh protsessov. Moskva: Nauka; 1977. Chast’ 1, Sokhranenye funktsyonalnoy aktyvnosty mytokhondryy pry glubokom zamorazhyvanyy; s. 5-11. [in Russian].
22. Bligh EG, Dyer WJ. A rapid method of total lipid extraction and purification. Can J Biochem Physiol. 1959;37(8):911–7.
23. Bartlett GR. Phosphorus assay in column chromatography. J Biol Chem. 1959;234(3):466–8.
24. Salminen A, Kauppinen A, Kaarniranta K. Hypoxia/ischemia activate processing of Amyloid Precursor Protein: impact of vascular dysfunction in the pathogenesis of Alzheimer’s disease. J Neurochem. 2017;140(4):536–49.
25. Lukyanova YM. Influence of chronic administration of sodium nitrite on morphofunctional state of brain in rats. Ukr ž med bìol ta sportu. 2019;4(6):52–9. [in Ukrainian].
26. Grette Lydon R. Neurotransmitters and Neuromodulators. CRC Press; 2020. Chapter 10, Cholinergic neurons and memory: An historical perspective and overview of current research; p. 197–232.
27. Gorbach TV, Nakonechna OA, Tkachenko AS, Shcholok TS, Onikova AO. Levels of thyroid hormones and indices of energy metabolism in the cerebral cortex of rats with experimental Alzheimer’s disease. Neurophysiology. 2018;50(3):159–65.
28. Beach TG, Kuo Y-M, Spiegel K, Emmerling MR, Sue LI, Kokjohn K, et al. The cholinergic deficit coincides with Aβ deposition at the earliest histopathologic stages of Alzheimer disease. J Neuropathol Exp Neurol. 2000;59(4):308–13.
29. Ferreira-Vieira TH, Guimaraes IM, Silva FR, Ribeiro FM. Alzheimer’s disease: Targeting the cholinergic system. Current Neuropharmacol. 2016;14(1):101–15.
30. Grimaldi M, Marino SD, Florenzano F, Ciotta MT, Nori SL, Rodriquez M, et al. β-Amyloid-acetylcholine molecular interaction: new role of cholinergic mediators in anti-Alzheimer therapy? Future Med Chem. 2016;8(11):1179–89.
31. Muhammad T, Ali T, Ikram M, Khan A, Alam SI, Kim MO. Melatonin rescue oxidative stress-mediated neuroinflammation/ neurodegeneration and memory impairment in scopolamine-induced amnesia mice model. J Neuroimmune Pharmacol. 2019;14(2):278–94.
32. de la Monte SM, Tong M. Mechanisms of nitrosamine-mediated neurodegeneration: potential relevance to sporadic Alzheimer’s disease. J Alzheimers Dis. 2009;17(4):817–25.
33. Safar MM, Arab HH, Rizk SM, El-Maraghy SA. Bone marrow-derived endothelial progenitor cells protect against scopolamine-induced Alzheimer-like pathological aberrations. Mol Neurobiol. 2016;53(3):1403–18.
34. Qin C, Lu Y, Wang K, Bai L, Shi G, Huang Y, et al. Transplantation of bone marrow mesenchymal stem cells improves cognitive deficits and alleviates neuropathology in animal models of Alzheimer’s disease: a meta-analytic review on potential mechanisms. Transl Neurodegener. 2020;9(1):20.

«Вістник проблем біології і медицини» Випуск 1 (159), 2021 рік , 66-72 сторінки, код УДК 616.89-008.454-001.8-092.9-08:602.9:591.476

10.29254/2077-4214-2021-1-159-66-72