ВПЛИВ КРІОЕКСТРАКТУ СПІНАЛЬНИХ ГАНГЛІЇВ НА СТРУКТУРНО-ФУНКЦІОНАЛЬНІ ХАРАКТЕРИСТИКИ ЯЄЧНИКІВ ЩУРІВ РІЗНОГО ВІКУ

Нестерук Г. В., Колот Н. В., Проценко О. С., Падалко В. І., Легач Є. І.

КЛІНІЧНА ТА ЕКСПЕРИМЕНТАЛЬНА МЕДИЦИНА

Наукова стаття

Метою дослідження було вивчення впливу кріоекстракту спінальних гангліїв (КЕСГ) як композиції, що містить нейротрофічні фактори, на структурно-функціональні характеристики яєчників щурів різного віку. Експерименти проводилися на білих щурах-самках 6 та 14 місяців, що відповідає репродуктивному та пізньому репродуктивному віку у тварин цього виду. КЕСГ отримували з спінальних гангліїв неонатальних поросят. Перед використанням КЕСГ розводили фізіологічним розчином (ФР) так, щоб концентрація білка становила 0,3 мг/мл. КЕСГ вводили тваринам внутрішньочеревно протягом 9 днів (0,2 мл/щура). У контрольній групі замість КЕСГ використовували ФР. Введення КЕСГ/ФР починали у фазі еструсу. Для оцінки естрального циклу мазки з піхви брали щодня о 10 годині ранку протягом двох тижнів перед введенням, під час введення та протягом 20 днів після введення КЕСГ/ФР. Вивчали тривалість естрального циклу, відносну кількість фаз еструса та діеструса, а також кількість іррегулярних естральних циклів. Через 28-29 днів після початку введення КЕСГ/ФР тварин забивали і проводили гістологічний аналіз яєчників, визначаючи кількість фолікулів різних стадій розвитку. Введення КЕСГ щурам репродуктивного віку (6 міс) статистично значуще збільшувало тривалість естрального циклу за рахунок фази діеструсу, а також підвищувало кількість іррегулярних естральних циклів. Подібні зміни естрального циклу у тварин пізнього репродуктивного віку (14 міс) спостерігалися незалежно від введення КЕСГ. Кількісний аналіз не виявив статистично значущих відмінностей між загальною кількістю фолікулів в усіх групах тварин. Однак введення КЕСГ приводило до зменшення кількості примордіальних фолікулів і збільшення кількості атретичних фолікулів в яєчниках тварин обох вікових груп. У щурів репродуктивного віку (6 міс) після застосування КЕСГ виявлено статистично значиуще зменшення кількості антральних фолікулів. Висновки. Введення КЕСГ стимулює зростання та розвиток примордіальних фолікулів, але у той же час активує процеси атрезії фолікулів, особливо на антральній стадії. Цей ефект не залежить від віку щурів, використаних в експерименті.

кріоекстракт спінальних гангліїв, яєчник, фолікули, естральний цикл, репродуктивний вік

1. Hsueh AJ, Kawamura K, Cheng Y, Fauser BC. Intraovarian control of early folliculogenesis. Endocr Rev. 2015;36(1):1-24. DOI: 10.1210/er.2014-1020
2. Oropeza A, Wrenzycki C, Herrmann D. Improvement of the developmental capacity of oocytes from prepubertal cattle by intraovarian insulin-like growth factor-I application. BiolReprod. 2004;70(6):1634-43.
3. Di Pasquale E, Beck-Peccoz P, Persani L. Hypergonadotropic ovarian failure associated with an inherited mutation of human bone morphogenetic protein-15 (BMP15) gene. Am J Hum Genet. 2004;75(1):106-11.
4. Dissen GA, Romero C, Hirshfield AN, Ojeda SR. Nerve growth factor is required for early follicular development in the mammalian ovary. Endocrinology. 2001;142(5):2078-86. DOI: 10.1210/endo.142.5.8126
5. Kerr B, Garcia-Rudaz C, Dorfman M, Paredes A, Ojeda SR. NTRK1 and NTRK2 receptors facilitate follicle assembly and early follicular development in the mouse ovary. Reproduction. 2009;138(1):131-40. DOI: 10.1530/REP-08-0474
6. Nilsson E, Dole G, Skinner MK. Neurotrophin NT3 promotes ovarian primordial to primary follicle transition. Reproduction. 2009;138(4):697-707. DOI: 10.1530/REP-09-0179
7. Dole G, Nilsson EE, Skinner MK. Glial-derived neurotrophic factor promotes ovarian primordial follicle development and cell-cell interactions during folliculogenesis. Reproduction. 2008;135(5):671-82. DOI: 10.1530/REP-07-0405
8. Streiter S, Fisch B, Sabbah B, Ao A, Abir R. The importance of neuronal growth factors in the ovary. Mol Hum Reprod. 2016;22(1):3-17. DOI: 10.1093/ molehr/gav057
9. Dissen GA, Garcia-Rudaz C, Paredes A, Mayer C, Mayerhofer A, Ojeda SR. Excessive ovarian production of nerve growth factor facilitates development of cystic ovarian morphology in mice and is a feature of polycystic ovarian syndrome in humans. Endocrinology. 2009;150(6):2906-14. DOI: 10.1210/ en.2008-1575
10. Dissen GA, Lara HE, Leyton V, Paredes A, Hill DF, Costa ME, et al. Intraovarian excess of nerve growth factor increases androgen secretion and disrupts estrous cyclicity in the rat. Endocrinology. 2000;141(3):1073-82. DOI: 10.1210/endo.141.3.7396
11. Lara HE, Dissen GA, Leyton V, Paredes A, Fuenzalida H, Fiedler JL, Ojeda SR. An increased intraovarian synthesis of nerve growth factor and its low affinity receptor is a principal component of steroid-induced polycystic ovary in the rat. Endocrinology. 2000;141(3):1059-72. DOI: 10.1210/endo.141.3.7395
12. Li J, Kawamura K, Cheng Y, Liu S, Klein C, Liu S, et al. Activation of dormant ovarian follicles to generate mature eggs. Proc Natl Acad Sci USA. 2010;107(22):10280-4. DOI: 10.1073/pnas.1001198107
13. Marlin MC, Li G. Biogenesis and function of the NGF/TrkA signaling endosome. Int Rev Cell Mol Biol. 2015;314:239-57. DOI: 10.1016/bs.ircmb.2014.10.002
14. Jackson TC, Rani A, Kumar A, Foster TC. Regional hippocampal differences in AKT survival signaling across the lifespan: Implications for CA1 vulnerability with aging. Cell Death and Differentiation. 2009;16(3):439-48. DOI: 10.1038/cdd.2008.171
15. Sengupta P. The Laboratory Rat: Relating Its Age With Human’s. Int J Prev Med. 2013;4(6):624-30.
16. Globa VYu, Bondarenko TP, Ali SG, Bozhok GA, Legach EI. Sokratitel’naya aktivnost’ detruzora krys s infravezikal’noy obstruktsiyey posle vvedeniya krioekstrakta spinal’nykh gangliyev i biologicheski aktivnykh produktov kul’tury mantiynykh gliotsitov. Problemy kriobiologii i kriomedicziny. 2019;29(2):164. DOI: org/10.15407/cryo29.02.164 [in Russiаn].
17. Kotel’nikov AV, Kotel’nikova SV. Kharakteristika estral’nogo tsikla belykh krys na raznykh etapakh ontogeneza pri vvedenii vitamina E. Vestnik Astrakhanskogo gosudarstvennogo tekhnicheskogo universiteta. 2005;3(26):215-8. [in Russian].
18. Zeleznik AJ. The physiology of follicle selection. Reprod Biol Endocrinol. 2004;2:31. DOI: 10.1186/1477-7827-2-31
19. Pedersen T, Peters H. Proposal for a classification of oocytes and follicles in the mouse ovary. J Reprod Fertil. 1968;17(3):555-7. DOI: 10.1530/ jrf.0.0170555
20. Emori C, Sugiura K. Role of oocyte-derived paracrine factors in follicular development. Anim Sci J. 2014;85(6):627-33. DOI: 10.1111/asj.12200
21. Ross MH, Pawlina W. Histology A text and atlas with correlated cell and molecular biology, 6th Edition. Philadelphia Lip pincott Williams & Wilkins. 2010: 974 р.
22. Hirshfield AN. Size-frequency analyses of atresia in cycling rats. Biology of Reproduction. 1988;38:1181-8.
23. Hirshfield AN, Rees Midglei A. Morphometric analysis of follicular developments of rats. Biology of Reproduction. 1978;19:597-605.
24. Sharma D, Sangha GK, Khera KS. Triazophos-induced oxidative stress and histomorphological changes in ovary of female Wistar rats. Pesticide Biochemistry and Physiology. 2015;117:9-18.
25. Wang W, Liu H, Tian W, Zhang F, Gong Y, Chen J, et al. Morphologic observation and classification criteria of atretic follicles in guinea pig. J Zhejiang Univ-Sci B (Biomed & Biotechnol). 2010;11(5):307-14.
26. LeFevre J, McClintock MK. Reproductive senescence in female rats: a longitudinal study of individual differences in estrous cycles and behavior. Biol Reprod. 1988;38(4):780-9.
27. Acuna E, Fornes R, Fernandois D, Garrido MP, Greiner M, Lara HE, Paredes AH. Increases in norepinephrine release and ovarian cyst formation during ageing in the rat. Reprod Biol Endocrinol. 2009;7:64.
28. Dixon D, Alison R, Bach U, Colman K, Foley GL, Harleman JH, et al. Nonproliferative and proliferative lesions of the rat and mouse female reproductive system. J Toxicol Pathol. 2014;27(3-4):1-107.

«Вістник проблем біології і медицини» Випуск 4 (158), 2020 рік , 173-177 сторінки, код УДК 615.361:612.622/.621.5

10.29254/2077-4214-2020-4-158-173-177