НЕОБОРОТНІСТЬ АНТИАНДРОГЕННОГО ЕФЕКТУ ЛЯМБДА-ЦИГАЛОТРИНУ ПІСЛЯ ВІДНОВЛЮВАЛЬНОГО ПЕРІОДУ В ДОСЛІДЖЕННІ НА САМЦЯХ ЩУРІВ WISTAR HAN

Проданчук М. Г., Шeпельська Н. Р., Колянчук Я. В., Євтушенко Т. В.

КЛІНІЧНА ТА ЕКСПЕРИМЕНТАЛЬНА МЕДИЦИНА

Наукова стаття

Проведені нами раніше дослідження, показали, що при впливі на організм ссавців піретроїди володіють ендокринн-дизрапторними властивостями, викликаючи порушення репродуктивної системи. Метою цих досліджень була ідентифікація небезпеки репродуктивної токсичності лямбда-цигалотрину (ЛЦТ), а також дослідження оборотності і/або необоротності виникаючих пошкоджень протягом відновлювального періоду. Методи дослідження. Лямбда-цигалотрин 98,06% чистоти вводився ex tempore щодня, крім суботи та неділі, внутрішньошлунково за допомогою зонда трьом групам тварин в дозах 0,3; 3,0 і 10 мг/кг маси тіла протягом 11 тижнів. Після закінчення терміну експозиції частина самців відбиралася для дослідження параметрів сперми і рівня вмісту тестостерону в сироватці крові, а інші самці залишалися на відновлювальний період без експозиції протягом одного повного циклу сперматогенезу (70 днів). У всіх самців після експозиції і періоду відновлення досліджували морфо-функціональні показники стану статевих залоз і рівень вмісту загального тестостерону в сироватці крові. Визначали загальну кількість, а також абсолютну і відносну кількість рухливих сперматозоїдів, підраховували відсоток патологічних форм сперміїв. Реєстрували морфометричні показники сім’яників і придатків. Результати. Вивчений ЛЦТ надає антиандрогенний ефект, який характеризується порушенням процесів сперматогенезу і олігоспермією, а також зміною вмісту тестостерону в сироватці крові піддослідних тварин в порівнянні з контролем. Дозозалежність ступеня вираженості олігоспермії та адинамії сперматозоїдів носить лінійний характер як до, так і після відновного періоду, помітно посилюючись після його закінчення. У той час як відповідна реакція рівня вмісту тестостерону на збільшення дози є немонотонною. Найбільш виражене статистично достовірне (Р <0,01) зниження рівня тестостерону по відношенню до контролю відзначається після закінчення експозиції при впливі дози 3,0 мг/кг маси тіла. При впливі мінімальної та максимальної доз має місце тенденція до зниження цього параметра в порівнянні з контролем. Після закінчення відновного періоду мінімальна і максимальна дози викликають тенденцію до підвищення вмісту тестостерону в порівнянні з контролем, в той час як середня доза ЛЦТ, як і раніше, вірогідно (Р <0,05) індукує зниження рівня вмісту цього гормону щодо контролю. Аналіз якісної і кількісної характеристики спостережуваних ефектів після закінчення періодів експозиції та відновлення дозволяє припустити, що досліджуваний ЛЦТ відноситься до необоротних ксеноагоністам естрогенних рецепторів із середнім ступенем активності, викликаючи пошкодження клітин Сертолі і спермотогоніальної популяції гермінативних клітин в залежності від дозового рівня впливу. Параметри, що характеризують процеси сперматогенезу, і вміст тестостерону не досягнули контрольного рівня за відновлювальний період, що свідчить про незворотність антиандрогенного ефекту протягом 10 тижнів, а, можливо, і про повну необоротність спостережуваних ефектів. Системний токсичний ефект, індукований максимальною випробуваною дозою, що характеризувався зниженням маси тіла тварин, є оборотним. В межах вивченого діапазону доз в експерименті на самцях щурів Wistar Han недіючої дозою тестованого зразка ЛЦТ (NOEL) є доза 0,3 мг/кг маси тіла, мінімально діюча доза (LOEL) відповідає 3 мг/кг маси тіла. Максимально переносима доза – 10 мг/кг маси тіла. Висновки. Тест-система ідентифікації гонадотоксичної активності є адекватним, високочутливим методологічним підходом при тестуванні токсичних ефектів ендокринних деструкторів.

лямбда-цигалотрин, щури Wistar, антиандрогенний ефект, відновлювальний період, необоротність

1. Du G, Shen O, Sun H, Fei J, Lu C, Song L, et al. Assessing hormone receptor activities of pyrethroid insecticides and their metabolites in reporter gene assays. Toxicol Sci. 2010 Jul;116(1):58-66.
2. Zhao M, Chen F, Wang C, Zhang Q, Gan J, Liu W. Integrative assessment of enantioselectivity in endocrine disruption and immunotoxicity of synthetic pyrethroids. Environmental pollution. 2010;158(5):1968-73.
3. Jin M, Li L, Xu C, Wen Y, Zhao M. Estrogenic activities of two synthetic pyrethroids and their metabolites. Journal of Environmental Sciences. 2010;22(2):290-6.
4. Kim CW, Go RE, Choi KC. Treatment of BG-1 ovarian cancer cells expressing estrogen receptors with lambda-cyhalothrin and cypermethrin caused a partial estrogenicity via an estrogen receptor-dependent pathway. Toxicological research. 2015;31(4):331.
5. Zhang Q, Zhang Y, Du J, Zhao M. Environmentally relevant levels of λ-cyhalothrin, fenvalerate, and permethrin cause developmental toxicity and disrupt endocrine system in zebrafish (Danio rerio) embryo. Chemosphere. 2017;185:1173-80.
6. Das T, Ghosh R, Paramanik A. Dose-dependent hematological, he-patic and gonadal toxicity of cyperme-thrin in Wistar rats. Toxicol Forensic Med Open J. 2017;2(2):74-83.
7. Perry MJ, Venners SA, Barr DB, Xu X. Environmental pyrethroid and organophosphorus insecticide exposures and sperm concentration. Reproductive Toxicology. 2007;23(1):113-8.
8. Mathirajan VG, Natarajan K, Kuttalam S, Chandrasekaran S. Efficacy of lambda cyhalothrin (Karate 5 EC) against brinjal shoot and fruit borer (Leucinodes orbonalisGuen). J. Pestic. Res. 2000;12(1):117-9.
9. Fetoui H, Garoui EM, Zegha IE. Lambda-cyhalothrin-induced biochemical and histopathological changes in the liver of rats: ameliorative effect of ascorbic acid. Exp. Toxicol. Pathol. 2009;61(3):189-96.
10. Li H, Cheng F, Wei Y, Lydy MJ, You J. Global occurrence of pyrethroid insecticides in sediment and the associated toxicological effects on benthic invertebrates: an overview. Journal of hazardous materials. 2017;324:258-71.
11. Ben Abdallah F, Fetoui H, Zribi N, Fakhfakh F, Keskes L. Quercetin attenuates lambda-cyhalothrin induced reproductive toxicity in male rats. Environmental toxicology. 2013;28(12):673-80.
12. Memon SA, Shaikh S, Memon N, Shah M, Mal B, Shah N. Testicular toxicity of lambda cyhalothrin insecticide in male rabbits (Oryctolagus cuniculus). Sindh University Research Journal-SURJ (Science Series). 2014;46(3).
13. Al-Sarar AS, Abobakr Y, Bayoumi AE, Hussein HI, Al-Ghothemi M. Reproductive toxicity and histopathological changes induced by lambdacyhalothrin in male mice. Environmental toxicology. 2014;29(7):750-62.
14. Ghosh R, Banerjee B, Das T, Jana K, Choudhury SM. Antigonadal and endocrine-disrupting activities of lambda cyhalothrin in female rats and its attenuation by taurine. Toxicology and industrial health. 2018;34(3):146-57.
15. Ali A, Khan JA, Khaliq T, Javed I, Muhammad F, Aslam B, et al. Hematobiochemical disruptions by lambda-cyhalothrin in rats. Vet. J. 2014;34(1):54-7.
16. Oularbia HK, Daoudic NZ, Mouniab B, Yacinea O, Djennasd N. Hematological and histopathological changes in the testes and seminal vesicle of rats following repeated exposure to lambda-cyhalothrin. Agriculture and Food. 2015;3:375-85.
17. Ghosh R, Das T, Paramanik A, Maiti Choudhury S. Lambda cyhalothrin elicited dose response toxicity on hae-matological, hepatic, gonadal and lipid metabolic biomarkers in rat and possi-ble modulatory role of taurine. Toxicol Forensic Med Open J. 2016;1(2):42-51.
18. Li H, Fang Y, Ni C, Chen X, Mo J, Lv Y, et al. Lambda-cyhalothrin delays pubertal Leydig cell development in rats. Environmental pollution. 2018;242 (Pt A):709-17.
19. Saravanan R, Revathi K, Murthy P. B.Lambda cyhalothrin induced alterations in Clarias batrachus. J Environ Biol. 2009;30(2):265-70.
20. Shepelska NR, Kolianchuk YV. Doslidzhennia vplyvu chotyrokh henerychnykh pestytsydiv liambda-tsyhalotrynu na reproduktyvnu funktsiiu samtsiv shchuriv Wistar Han. Suchasni problemy toksykolohii, kharchovoi ta khimichnoi bezpeky. 2018;3:24-33. [in Ukrainian].
21. Guide for the care and use of laboratory animals. LAR Publication, National Academy Press. USA. 1996. 140 p.
22. OECD Principles of Good Laboratory Practice. ENV/MC/CHEM(98)17. Environment Directorate Organisation for Economic Cooperation and Development. Paris. 1998. 41 p.
23. Zhao M, Zhang Y, Liu W, Xu C, Wang L, Gan J. Estrogenic activity of lambda-cyhalothrin in the MCF-7 human breast carcinoma cell line. Environmental toxicology and chemistry. 2008;27(5):1194-200.
24. Fietz D, Ratzenböck C, Hartmann K, Raabe O, Kliesch S, Weidner W. Expression pattern of estrogen receptors α and β and G-protein-coupled estrogen receptor 1 in the human testis. Histochemistry and cell biology. 2014;142(4):421-32.
25. Bernardino RL, Alves MG, Silva J, Barros A, Ferraz L, Sousa M. Expression of estrogen receptors alpha (ER-α), beta (ER-β), and G proteincoupled receptor 30 (GPR30) in testicular tissue of men with Klinefelter syndrome. Hormone and Metabolic Research. 2016;48(06):413-5.
26. Lambard S, Galeraud-Denis I, Saunders PT, Carreau S. Human immature germ cells and ejaculated spermatozoa contain aromatase and oestrogen receptors. Journal of molecular endocrinology. 2004;32(1):279-89.
27. Bujan L, Mieusset R, Audran F, Lumbroso S, Sultan C. Increased oestradiol level in seminal plasma in infertile men. Human Reproduction. 1993;8(1):74-7.
28. Foucault P, Drosdowsky MA, Carreau S. Andrology: Germ cell and Sertoli cell interactions in human testis: evidence for stimulatory and inhibitory effects. Human Reproduction. 1994;9(11):2062-8.
29. Chimento A, Sirianni R, Casaburi I, Pezzi V. Role of estrogen receptors and G protein-coupled estrogen receptor in regulation of hypothalamus– pituitary–testis axis and spermatogenesis. Frontiers in endocrinology. 2014;5:1.
30. Chimento A, Sirianni R, Delalande C, Silandre D, Bois C, Andò S, et al. 17β-estradiol activates rapid signaling pathways involved in rat pachytene spermatocytes apoptosis through GPR30 and ERα. Molecular and cellular endocrinology. 2010;320(1-2):136-44.
31. Royer C, Lucas TF, Lazari MF, Porto CS. 17Beta-estradiol signaling and regulation of proliferation and apoptosis of rat Sertoli cells. Biology of Reproduction. 2012;86(4):108.
32. Zhai J, Lanclos KD, Abney TO. Estrogen receptor messenger ribonucleic acid changes during Leydig cell development. Biology of reproduction. 1996;55(4):782-8.
33. Bernardino RL, Costa AR, Martins AD, Silva J, Barros A, Sousa M, et al. Estradiol modulates Na+-dependent HCO3− transporters altering intracellular pH and ion transport in human Sertoli cells: a role on male fertility? Biology of the Cell. 2016;108(7):179-88.
34. Yang WR, Zhu FW, Zhang JJ, Wang Y, Zhang JH, Lu C, et al. PI3K/Akt Activated by GPR30 and Src Regulates 17β-Estradiol-Induced Cultured Immature Boar Sertoli Cells Proliferation. Reproductive Sciences. 2017;24(1):57-66.
35. Schulster M, Bernie AM, Ramasamy R. The role of estradiol in male reproductive function. Asian journal of andrology. 2016;18(3):435.
36. Viñas R, Jeng YJ, Watson CS. Non-genomic effects of xenoestrogen mixtures. International journal of environmental research and public health. 2012;9(8):2694-714.
37. Watson CS, Gametchu B. Membrane-initiated steroid actions and the proteins that mediate them. Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1999;220:9-19.
38. Watson CS, Jeng YJ, Guptarak J. Endocrine disruption via estrogen receptors that participate in nongenomic signaling pathways. J. Steroid Biochem. Mol. Biol. 2011;127:44-50.
39. Li L, Haynes MP, Bender JR. Plasma membrane localization and function of the estrogen receptor alpha variant (ER46) in human endothelial cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2003;100:4807-12.
40. Pappas TC, Gametchu B, Yannariello-Brown J, Collins TJ, Watson CS. Membrane estrogen receptors in GH3/B6 cells are associated with rapid estrogen-induced release of prolactin. Endocrine. 1994;2:813-22.
41. Pietras RJ, Levin ER, Szego CM. Estrogen receptors and cell signaling. Science. 2005;310(5745):51-3.
42. Pietras RJ, Szego CM. Cell membrane estrogen receptors resurface. Nat. Med. 1999;5:1330.
43. Watson CS, Campbell CH, Gametchu B. Membrane estrogen receptors on rat pituitary tumor cells: immunoidentification and responses to estradiol and xenoestrogens. Exp. Physiol. 1999;84:1013-22.
44. Alyea RA, Watson CS. Nongenomic mechanisms of physiological estrogen-mediated dopamine efflux. BMC Neurosci. 2009;10. DOI: 10.1186/1471-2202-10-59
45. Myers JP, Zoeller RT, vom Saal FS. A clash of old and new scientific concepts in toxicity, with important implications for public health. Environ. Health Perspect. 2009;117(11):1652-5.
46. Teuschler L, Klaunig J, Carney E, Chambers J, Conolly R, Gennings C, et al. Support of science-based decisions concerning the evaluation of the toxicology of mixtures: A new beginning. Regul. Toxicol. Pharmacol. 2002;36:34-9.
47. Soto AM, Rubin BS, Sonnenschein C. Interpreting endocrine disruption from an integrative biology perspective. Mol. Cell Endocrinol. 2009;304:3-7.
48. Vandenberg LN, Colborn T, Hayes TB, Heindel JJ, Jacobs DR Jr, Lee DH, et al. Hormones and endocrine-disrupting chemicals: low-dose effects and nonmonotonic dose responses. Endocrine reviews. 2012;33(3):378-455.
49. Sheehan DM, Willingham E, Gaylor D, Bergeron JM, Crews D. No threshold dose for estradiol-induced sex reversal of turtle embryos: how little is too much? Environmental Health Perspectives. 1999;107(2):155.
50. Sheehan DM, Vom Saal FS. Low dose effects of hormones: a challenge for risk assessment. Risk Policy Report. 1997;4:31-9.
51. Crews D, Bergeron JM, McLachlan JA. The role of estrogen in turtle sex determination and the effect of PCBs. Environmental health perspectives. 1995;103(7):73-7.
52. Vom Saal FS, Sheehan DM. Challenging risk assessment. Forum for applied research and public policy. University of Tennessee, Energy, Environment and Resources Center. 1998;13(3):11.
53. Bergeron JM, Crews D, McLachlan JA. PCBs as environmental estrogens: turtle sex determination as a biomarker of environmental contamination. Environmental Health Perspectives. 1994;102(9):780.
54. Bermudez O, Marchetti S, Pages G, Gimond C. Post-translational regulation of the ERK phosphatase DUSP6/MKP3 by the mTOR pathway. Oncogene. 2008;27(26):3685.
55. Zivadinovic D, Watson CS. Membrane estrogen receptor-α levels predict estrogen-induced ERK1/2 activation in MCF-7 cells. Breast Cancer Research. 2004;7(1):130-44.
56. Watson CS, Jeng YJ, Kochukov MY. Nongenomic signaling pathways of estrogen toxicity. Toxicological sciences. 2009;115(1):1-11.
57. Calabrese EJ. Hormesis: why it is important to toxicology and toxicologists. Environmental Toxicology and Chemistry. 2008;27(7):1451-74.
58. Ismail A, Nawaz Z. Nuclear hormone receptor degradation and gene transcription: an update. IUBMB life. 2005;57(7):483-90.
59. Leavy M, Trottmann M, Liedl B, Reese S, Stief C, Freitag B, et al. Effects of Elevated β-Estradiol Levels on the Functional Morphology of the Testis-New Insights. Scientific reports. 2017;7:39931.
60. Subhan F, Tahir F, Ahmad R, Khan ZD. Oligospermia and its relation with hormonal profile. JPMA. The Journal of the Pakistan Medical Association. 1995;45(9):246-7.
61. Vasquez JM, Ben-Nun I, Greenblatt RB, Mahesh VB, Keel BA. Correlation between follicle-stimulating hormone, luteinizing hormone, prolactin, and testosterone with sperm cell concentration and motility. Obstetrics and gynecology. 1986;67(1):86-90.
62. Babu SR, Sadhnani MD, Swarna M, Padmavathi P, Reddy PP. Evaluation of FSH, LH and testosterone levels in different subgroups of infertile males. Indian Journal of Clinical Biochemistry. 2004;19(1):45-9.
63. Dianne M. Creasy, Robert E. Chapin. Recovery and Reversibility of Injury. Male Reproductive Toxicology in Fundamentals of Toxicologic Pathology. 2018;3:459-516. Available from: https://doi.org/10.1016/B978-0-12-809841-7.00017-4
64. Neubig RR, Spedding M, Kenakin T, Christopoulos A. International Union of Pharmacology Committee on Receptor Nomenclature and Drug Classification. XXXVIII. Update on terms and symbols in quantitative pharmacology. Pharmacological reviews. 2003;55(4):597-606.

«Вістник проблем біології і медицини» Випуск 4 Том 2 (147), 2018 рік , 173-181 сторінки, код УДК 615.9:632.95:612.6:591.16

10.29254/2077-4214-2018-4-2-147-173-181