Влияние лечебных препаратов бактериофагов на биопленки STAPHYLOCOCCUS AUREUS

Воробей Е. С., Воронкова О. С., Винников А. И., Коваленко С. М., Шматко Г. П.

МИКРОБИОЛОГИЯ

Научная статья.

В результате изучения 12 штаммов Staphylococcus aureus, выделенных из репродуктивного тракта женщин, были определены их способность формировать биопленки, чувствительность к коммерчес-ким препаратам бактериофагов и влияние фагов на процесс пленкообразования, который изучали по ве-личине оптической плотности биопленки. Установлено, что при внесении фаговых препаратов во время по-сева показатель оптической плотности через 24 часа после внесения фага уменьшался до 80,05 ± 3,32% по сравнению с контролем без внесения фага (100%). При внесении фагов на суточную, 48- и 72- часовую био-пленку наблюдалось значительно большее уменьшение оптической плотности: до 57,3±5,74%, 55,13±3,9% и 63,1±6,23% соответственно. То есть, приведенные данные свидетельствуют о способности фаговых пре-паратов ингибировать формирование биопленки условно-патогенными стафилококками.

стафилококки, пленкообразования, микробные биопленки, бактериофаги, регуляция роста биопленки

• 1. Определитель бактерий Берджи в 2-х тт: пер. с англ. / Под ред. Дж. Хоулта, Н. Крига, П. Снита, Дж. Стейли, С. Уил-льямса. – Москва: Мир, 1997. – Т. 2. – 368 с.
• 2. Практическое руководство по антиинфекционной химиотерапии / Под ред. Л. С. Страчунского, ю. Б. Белоусова, С. Н. Козлова. – Смоленск: МАКМАХ, 2007. – 464 с.
• 3. Руководство по медицинской микробиологии. Общая и санитарная микробиология. – Кн. 1 / Колл. авторов / Под ред. А. С. Лабинской, Е. Г. Волиной. – М: БИНОМ, 2008. – 1080с.
• 4. Adams M. H. An enzyme produced by a phage-host cell system II. The properties of the polysaccharide depolymerase / M. H. Adams, B. H. Park // Virology. – 1956. – Vol. 2. – P. 719-736.
• 5. Agarwal A. Medical significance and management of staphylococcal biofilm / A. Agarwal, K. P. Singh, A. Jain // FEMS Immunol. Med. Microbiol. – 2010. – Vol. 58, №2. – P. 147-160.
• 6. Azeredo J. The use of phages for the removal of infectious biofilms / J. Azeredo, I. W. Sutherland // Current Pharmaceutical Biorecilmotogy. – 2008. – Vol. 9. – P. 261-266.
• 7. Brady R. A. Osteomyelitis and the role of biofilm in chronic infection FEMS / R. A. Brady, J. G. Leid, J. H. Calhoun [et al.] // Immunol. Med. Microbiol. – 2008. – Vol. 52. – P. 13-22.
• 8. Damborg P. Structural variations of staphylococcal cassette chromosome mec type IVa in Staphylococcus aureus clonal complex 8 and unrelated lineages / P. Damborg, M. D. Bartels, K. Boye [et al.] // Antimicrob. Agents Chemother. – 2011. – Vol. 55(8). – P. 3932-3935.
• 9. Davies J. C. Bugs, biofilms, and resistance in cystic fibrosis / J. C. Davies, D. Bilton // Respir Care. – 2009. – Vol. 54. – P. 628-640.
• 10. Doolittle M. M. Tracing the interaction of bacteriophage with bacterial biofilms using fluorescent and chromogenic probes / M. M. Doolittle, J. J. Cooney, D. E. Caldwell // J. Ind. Microbiol. – 1996. – Vol. 16. – P. 331–341.
• 11. Garau J. Management of methicillin-resistant Staphylococcus aureus infections / J. Garau, E. Bouza, J. Chastre [et al.] // Clinical microbiology and infection. – 2009. – Vol. 15, №2. – P. 125-136.
• 12. Gilbert P. Biofilms in vitro and in vivo: do singular mechanisms imply cross resistance? / P. Gilbert, D. G. Allison, A. J. McBain// Journal of Applied Microbiology. – 2002. – Vol. 92. – P. 98-110.
• 13. Hall-Stoodley L. Evolving concepts in biofilm infections / L. Hall-Stoodley, P. Stoodley // Cellular Microbiology. – 2009. – Vol. 11. – P. 1034-1043.
• 14. Izano E. A. Differential roles of Poly-N-acetylglucosamine surface polysaccharide and extracellular DNA in Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms / E. A. Izano, M. A. Amarante, W. B. Kher [et al.] // Applied and Environmental Microbiology. – 2008. – Vol. 74, №2. – P. 470-476.
• 15. Jain A. Biofilm production, a marker of pathogenic potential of colonizing and commensal staphylococci / A. Jain, A. Agarwal// J. Microbiol. Methods. – 2009. – Vol. 76, №1. – P. 88–92.
• 16. Joly-Guillou M. L. Clinical impact and pathogenicity of Acinetobacter / M. L. Joly-Guillou // Clin. Microbiol. Infect. – 2005. – Vol. 11. – P. 868–873.
• 17. Lindberg A. A. Bacterial surface carbohydrates and bacteriophage adsorption / A. A. Lindberg // Surface Carbohydrates of the Prokaryotic Cell / ed. I. W. Sutherland. – London: Academic Press, 1977. – P. 289–356.
• 18. Mack D. Mechanisms of biofilm formation in Staphylococcus epidermidis and Staphylococcus aureus: functional molecules, regulatory circuits, and adaptive responses / D. Mack, P. Becker, I. Chatterjeec [et. al.] // International Journal of Medical Microbiology. – 2004. – Vol. 294. – P. 203–212.
• 19. Otto M. Staphylococcal biofilms / M. Otto // Curr. Top. Microbiol. Immunol. – 2008. – Vol. 322. – P. 207-228.
• 20. Scholl D. Polysaccharide-degrading phages / D. School, C. Merril // Phages: Their Role in Bacterial Pathogenesis and Biotechnology / eds. M. K. Waldor, D. I. Friedman, S. L. Adhy. – Washington DC: ASM Press, 2005. – P. 400-414.
• 21. Sutherland I. W. The interaction of phage and biofilms / I. W. Sutherland, K. A. Hughes, L. C. Skillman [et al] // FEMS Microbiology Letters. – 2004. – Vol. 232. – P. 1–6.
• 22. Taj y. Study on biofilm-forming properties of clinical isolates of Staphylococcus aureus / y. Taj, F. Essa, F. Aziz [et. al.] // J. Infect. Dev. Ctries. – 2012. – Vol. 6, №5. – P. 403–409.
• 23. Vergara-Irigaray M. Wall teichoic acids are dispensable for anchoring the PNAG exopolysaccharide to the Staphylococcus aureus cell surface / M. Vergara-Irigaray, T. Maira-Litran, N. Merino [et. al.] // Microbiology. – 2008. – №154, №3. – P. 865-877.

«Вестник проблем биологии и медицины» Выпуск 2 Том 3 (109), 2014 год, 223-229 страницы, код УДК 615. 371:578. 7