• Главная
  • Полезные ссылки
  • О журнале
  • Авторам
  • Редакционная коллегия

    •
    Вестник проблем биологии и медицины / Выпуск 4 Том 2 (147), 2018 / НЕОБРАТИМОСТЬ АНТИАНДРОГЕННОГО ЭФФЕКТА ЛЯМБДА-ЦИГАЛОТРИНА ПОСЛЕ ВОССТАНОВИТЕЛЬНОГО ПЕРИОДА В ИССЛЕДОВАНИИ НА САМЦАХ КРЫС WISTAR HAN

    Проданчук Н. Г., Шeпельская Н. Р., Колянчук Я. В., Евтушенко Т. В.

    НЕОБРАТИМОСТЬ АНТИАНДРОГЕННОГО ЭФФЕКТА ЛЯМБДА-ЦИГАЛОТРИНА ПОСЛЕ ВОССТАНОВИТЕЛЬНОГО ПЕРИОДА В ИССЛЕДОВАНИИ НА САМЦАХ КРЫС WISTAR HAN

    Об авторе:

    Проданчук Н. Г., Шeпельская Н. Р., Колянчук Я. В., Евтушенко Т. В.

    Рубрика:

    КЛИНИЧЕСКАЯ И ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ МЕДИЦИНА

    Тип статьи:

    Научная статья.

    Аннотация:

    Проведенные нами ранее исследования, показали, что при воздействии на организм млекопитающих пиретроиды обладают эндокрин-дисрапторными свойствами, вызывая нарушения репродуктивной системы. Целью настоящих исследований являлась идентификация опасности репродуктивной токсичности лямбда-цигалотрина (ЛЦТ), а также исследование обратимости и/или необратимости возникающих повреждений в течение восстановительного периода. Методы исследования. Лямбда-цигалотрин 98,06 % чистоты вводился ex tempore ежедневно, кроме субботы и воскресенья, внутрижелудочно с помощью зонда трем группам животных в дозах 0,3; 3,0 и 10 мг/кг массы тела в течение 11 недель. После окончания срока экспозиции часть самцов отбиралась для исследования параметров спермы и уровня содержания тестостерона в сыворотке крови, а остальные самцы оставались на восстановительный период без экспозиции в течение одного полного цикла сперматогенеза (70 дней). У всех самцов после экспозиции и периода восстановления исследовали морфо-функциональные показатели состояния половых желез и уровень содержания общего тестостерона в сыворотке крови. Определяли общее количество, а также абсолютное и относительное количество подвижных сперматозоидов, подсчитывали процент патологических форм спермиев. Регистрировали морфометрические показатели семенников и придатков. Результаты. Изученный ЛЦТ оказывает антиандрогенный эффект, характеризующийся нарушением процессов сперматогенеза и олигоспермией, а также изменением содержания тестостерона в сыворотке крови подопытных животных по сравнению с контролем. Дозозависимость степени выраженности олигоспермии и адинамии сперматозоидов носит линейный характер как до, так и после восстановительного периода, заметно усиливаясь по окончании периода восстановления. В то время как ответная реакция уровня содержания тестостерона на увеличение дозы, является немонотонной. Наиболее выраженное статистически достоверное (Р < 0,01) снижение уровня тестостерона по отношению к контролю отмечается по окончании экспозиции при воздействии дозы 3,0 мг/кг массы тела. При воздействии минимальной и максимальной доз имеет место тенденция к понижению этого параметра по сравнению с контролем. По истечении восстановительного периода минимальная и максимальная дозы вызывают тенденцию к повышению содержания тестостерона по сравнению с контролем, в то время как средняя доза ЛЦТ, по-прежнему, достоверно (Р < 0,05) индуцирует снижение уровня содержания этого гормона относительно контроля. Анализ качественной и количественной характеристики наблюдаемых эффектов по окончании периодов экспозиции и восстановления позволяет предположить, что тестируемый ЛЦТ относится к необратимым ксеноагонистам эстрогенных рецепторов со средней степенью активности, вызывая повреждения клеток Сертоли и спермотогониальной популяции герминативных клеток в зависимости от дозового уровня воздействия. Параметры, характеризующие процессы сперматогенеза, и содержание тестостерона не достигли контрольного уровня за восстановительный период, что свидетельствует о необратимости антиандрогенного эффекта в течение 10 недель, а, возможно, и о полной необратимости наблюдаемых эффектов. Системный токсический эффект, индуцируемый максимальной испытанной дозой и характеризовавшийся снижением массы тела животных, является обратимым. В пределах изученного диапазона доз в эксперименте на самцах крыс Wistar Han недействующей дозой тестируемого образца ЛЦТ (NOEL) является доза 0,3 мг/кг массы тела, минимально действующая доза (LOEL) соответствует 3 мг/кг массы тела. Максимально переносимая доза – 10 мг/кг массы тела. Выводы. Тест-система идентификации гонадотоксической активности является адекватным, высокочувствительным методологическим подходом при тестировании токсических эффектов эндокринных деструкторов.

    Ключевые слова:

    лямбда-цигалотрин, крысы Wistar, антиандрогенный эффект, восстановительный период, необратимость

    Список цитируемой литературы:

    1. Du G, Shen O, Sun H, Fei J, Lu C, Song L, et al. Assessing hormone receptor activities of pyrethroid insecticides and their metabolites in reporter gene assays. Toxicol Sci. 2010 Jul;116(1):58-66.
    2. Zhao M, Chen F, Wang C, Zhang Q, Gan J, Liu W. Integrative assessment of enantioselectivity in endocrine disruption and immunotoxicity of synthetic pyrethroids. Environmental pollution. 2010;158(5):1968-73.
    3. Jin M, Li L, Xu C, Wen Y, Zhao M. Estrogenic activities of two synthetic pyrethroids and their metabolites. Journal of Environmental Sciences. 2010;22(2):290-6.
    4. Kim CW, Go RE, Choi KC. Treatment of BG-1 ovarian cancer cells expressing estrogen receptors with lambda-cyhalothrin and cypermethrin caused a partial estrogenicity via an estrogen receptor-dependent pathway. Toxicological research. 2015;31(4):331.
    5. Zhang Q, Zhang Y, Du J, Zhao M. Environmentally relevant levels of λ-cyhalothrin, fenvalerate, and permethrin cause developmental toxicity and disrupt endocrine system in zebrafish (Danio rerio) embryo. Chemosphere. 2017;185:1173-80.
    6. Das T, Ghosh R, Paramanik A. Dose-dependent hematological, he-patic and gonadal toxicity of cyperme-thrin in Wistar rats. Toxicol Forensic Med Open J. 2017;2(2):74-83.
    7. Perry MJ, Venners SA, Barr DB, Xu X. Environmental pyrethroid and organophosphorus insecticide exposures and sperm concentration. Reproductive Toxicology. 2007;23(1):113-8.
    8. Mathirajan VG, Natarajan K, Kuttalam S, Chandrasekaran S. Efficacy of lambda cyhalothrin (Karate 5 EC) against brinjal shoot and fruit borer (Leucinodes orbonalisGuen). J. Pestic. Res. 2000;12(1):117-9.
    9. Fetoui H, Garoui EM, Zegha IE. Lambda-cyhalothrin-induced biochemical and histopathological changes in the liver of rats: ameliorative effect of ascorbic acid. Exp. Toxicol. Pathol. 2009;61(3):189-96.
    10. Li H, Cheng F, Wei Y, Lydy MJ, You J. Global occurrence of pyrethroid insecticides in sediment and the associated toxicological effects on benthic invertebrates: an overview. Journal of hazardous materials. 2017;324:258-71.
    11. Ben Abdallah F, Fetoui H, Zribi N, Fakhfakh F, Keskes L. Quercetin attenuates lambda-cyhalothrin induced reproductive toxicity in male rats. Environmental toxicology. 2013;28(12):673-80.
    12. Memon SA, Shaikh S, Memon N, Shah M, Mal B, Shah N. Testicular toxicity of lambda cyhalothrin insecticide in male rabbits (Oryctolagus cuniculus). Sindh University Research Journal-SURJ (Science Series). 2014;46(3).
    13. Al-Sarar AS, Abobakr Y, Bayoumi AE, Hussein HI, Al-Ghothemi M. Reproductive toxicity and histopathological changes induced by lambdacyhalothrin in male mice. Environmental toxicology. 2014;29(7):750-62.
    14. Ghosh R, Banerjee B, Das T, Jana K, Choudhury SM. Antigonadal and endocrine-disrupting activities of lambda cyhalothrin in female rats and its attenuation by taurine. Toxicology and industrial health. 2018;34(3):146-57.
    15. Ali A, Khan JA, Khaliq T, Javed I, Muhammad F, Aslam B, et al. Hematobiochemical disruptions by lambda-cyhalothrin in rats. Vet. J. 2014;34(1):54-7.
    16. Oularbia HK, Daoudic NZ, Mouniab B, Yacinea O, Djennasd N. Hematological and histopathological changes in the testes and seminal vesicle of rats following repeated exposure to lambda-cyhalothrin. Agriculture and Food. 2015;3:375-85.
    17. Ghosh R, Das T, Paramanik A, Maiti Choudhury S. Lambda cyhalothrin elicited dose response toxicity on hae-matological, hepatic, gonadal and lipid metabolic biomarkers in rat and possi-ble modulatory role of taurine. Toxicol Forensic Med Open J. 2016;1(2):42-51.
    18. Li H, Fang Y, Ni C, Chen X, Mo J, Lv Y, et al. Lambda-cyhalothrin delays pubertal Leydig cell development in rats. Environmental pollution. 2018;242 (Pt A):709-17.
    19. Saravanan R, Revathi K, Murthy P. B.Lambda cyhalothrin induced alterations in Clarias batrachus. J Environ Biol. 2009;30(2):265-70.
    20. Shepelska NR, Kolianchuk YV. Doslidzhennia vplyvu chotyrokh henerychnykh pestytsydiv liambda-tsyhalotrynu na reproduktyvnu funktsiiu samtsiv shchuriv Wistar Han. Suchasni problemy toksykolohii, kharchovoi ta khimichnoi bezpeky. 2018;3:24-33. [in Ukrainian].
    21. Guide for the care and use of laboratory animals. LAR Publication, National Academy Press. USA. 1996. 140 p.
    22. OECD Principles of Good Laboratory Practice. ENV/MC/CHEM(98)17. Environment Directorate Organisation for Economic Cooperation and Development. Paris. 1998. 41 p.
    23. Zhao M, Zhang Y, Liu W, Xu C, Wang L, Gan J. Estrogenic activity of lambda-cyhalothrin in the MCF-7 human breast carcinoma cell line. Environmental toxicology and chemistry. 2008;27(5):1194-200.
    24. Fietz D, Ratzenböck C, Hartmann K, Raabe O, Kliesch S, Weidner W. Expression pattern of estrogen receptors α and β and G-protein-coupled estrogen receptor 1 in the human testis. Histochemistry and cell biology. 2014;142(4):421-32.
    25. Bernardino RL, Alves MG, Silva J, Barros A, Ferraz L, Sousa M. Expression of estrogen receptors alpha (ER-α), beta (ER-β), and G proteincoupled receptor 30 (GPR30) in testicular tissue of men with Klinefelter syndrome. Hormone and Metabolic Research. 2016;48(06):413-5.
    26. Lambard S, Galeraud-Denis I, Saunders PT, Carreau S. Human immature germ cells and ejaculated spermatozoa contain aromatase and oestrogen receptors. Journal of molecular endocrinology. 2004;32(1):279-89.
    27. Bujan L, Mieusset R, Audran F, Lumbroso S, Sultan C. Increased oestradiol level in seminal plasma in infertile men. Human Reproduction. 1993;8(1):74-7.
    28. Foucault P, Drosdowsky MA, Carreau S. Andrology: Germ cell and Sertoli cell interactions in human testis: evidence for stimulatory and inhibitory effects. Human Reproduction. 1994;9(11):2062-8.
    29. Chimento A, Sirianni R, Casaburi I, Pezzi V. Role of estrogen receptors and G protein-coupled estrogen receptor in regulation of hypothalamus– pituitary–testis axis and spermatogenesis. Frontiers in endocrinology. 2014;5:1.
    30. Chimento A, Sirianni R, Delalande C, Silandre D, Bois C, Andò S, et al. 17β-estradiol activates rapid signaling pathways involved in rat pachytene spermatocytes apoptosis through GPR30 and ERα. Molecular and cellular endocrinology. 2010;320(1-2):136-44.
    31. Royer C, Lucas TF, Lazari MF, Porto CS. 17Beta-estradiol signaling and regulation of proliferation and apoptosis of rat Sertoli cells. Biology of Reproduction. 2012;86(4):108.
    32. Zhai J, Lanclos KD, Abney TO. Estrogen receptor messenger ribonucleic acid changes during Leydig cell development. Biology of reproduction. 1996;55(4):782-8.
    33. Bernardino RL, Costa AR, Martins AD, Silva J, Barros A, Sousa M, et al. Estradiol modulates Na+-dependent HCO3− transporters altering intracellular pH and ion transport in human Sertoli cells: a role on male fertility? Biology of the Cell. 2016;108(7):179-88.
    34. Yang WR, Zhu FW, Zhang JJ, Wang Y, Zhang JH, Lu C, et al. PI3K/Akt Activated by GPR30 and Src Regulates 17β-Estradiol-Induced Cultured Immature Boar Sertoli Cells Proliferation. Reproductive Sciences. 2017;24(1):57-66.
    35. Schulster M, Bernie AM, Ramasamy R. The role of estradiol in male reproductive function. Asian journal of andrology. 2016;18(3):435.
    36. Viñas R, Jeng YJ, Watson CS. Non-genomic effects of xenoestrogen mixtures. International journal of environmental research and public health. 2012;9(8):2694-714.
    37. Watson CS, Gametchu B. Membrane-initiated steroid actions and the proteins that mediate them. Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1999;220:9-19.
    38. Watson CS, Jeng YJ, Guptarak J. Endocrine disruption via estrogen receptors that participate in nongenomic signaling pathways. J. Steroid Biochem. Mol. Biol. 2011;127:44-50.
    39. Li L, Haynes MP, Bender JR. Plasma membrane localization and function of the estrogen receptor alpha variant (ER46) in human endothelial cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2003;100:4807-12.
    40. Pappas TC, Gametchu B, Yannariello-Brown J, Collins TJ, Watson CS. Membrane estrogen receptors in GH3/B6 cells are associated with rapid estrogen-induced release of prolactin. Endocrine. 1994;2:813-22.
    41. Pietras RJ, Levin ER, Szego CM. Estrogen receptors and cell signaling. Science. 2005;310(5745):51-3.
    42. Pietras RJ, Szego CM. Cell membrane estrogen receptors resurface. Nat. Med. 1999;5:1330.
    43. Watson CS, Campbell CH, Gametchu B. Membrane estrogen receptors on rat pituitary tumor cells: immunoidentification and responses to estradiol and xenoestrogens. Exp. Physiol. 1999;84:1013-22.
    44. Alyea RA, Watson CS. Nongenomic mechanisms of physiological estrogen-mediated dopamine efflux. BMC Neurosci. 2009;10. DOI: 10.1186/1471-2202-10-59
    45. Myers JP, Zoeller RT, vom Saal FS. A clash of old and new scientific concepts in toxicity, with important implications for public health. Environ. Health Perspect. 2009;117(11):1652-5.
    46. Teuschler L, Klaunig J, Carney E, Chambers J, Conolly R, Gennings C, et al. Support of science-based decisions concerning the evaluation of the toxicology of mixtures: A new beginning. Regul. Toxicol. Pharmacol. 2002;36:34-9.
    47. Soto AM, Rubin BS, Sonnenschein C. Interpreting endocrine disruption from an integrative biology perspective. Mol. Cell Endocrinol. 2009;304:3-7.
    48. Vandenberg LN, Colborn T, Hayes TB, Heindel JJ, Jacobs DR Jr, Lee DH, et al. Hormones and endocrine-disrupting chemicals: low-dose effects and nonmonotonic dose responses. Endocrine reviews. 2012;33(3):378-455.
    49. Sheehan DM, Willingham E, Gaylor D, Bergeron JM, Crews D. No threshold dose for estradiol-induced sex reversal of turtle embryos: how little is too much? Environmental Health Perspectives. 1999;107(2):155.
    50. Sheehan DM, Vom Saal FS. Low dose effects of hormones: a challenge for risk assessment. Risk Policy Report. 1997;4:31-9.
    51. Crews D, Bergeron JM, McLachlan JA. The role of estrogen in turtle sex determination and the effect of PCBs. Environmental health perspectives. 1995;103(7):73-7.
    52. Vom Saal FS, Sheehan DM. Challenging risk assessment. Forum for applied research and public policy. University of Tennessee, Energy, Environment and Resources Center. 1998;13(3):11.
    53. Bergeron JM, Crews D, McLachlan JA. PCBs as environmental estrogens: turtle sex determination as a biomarker of environmental contamination. Environmental Health Perspectives. 1994;102(9):780.
    54. Bermudez O, Marchetti S, Pages G, Gimond C. Post-translational regulation of the ERK phosphatase DUSP6/MKP3 by the mTOR pathway. Oncogene. 2008;27(26):3685.
    55. Zivadinovic D, Watson CS. Membrane estrogen receptor-α levels predict estrogen-induced ERK1/2 activation in MCF-7 cells. Breast Cancer Research. 2004;7(1):130-44.
    56. Watson CS, Jeng YJ, Kochukov MY. Nongenomic signaling pathways of estrogen toxicity. Toxicological sciences. 2009;115(1):1-11.
    57. Calabrese EJ. Hormesis: why it is important to toxicology and toxicologists. Environmental Toxicology and Chemistry. 2008;27(7):1451-74.
    58. Ismail A, Nawaz Z. Nuclear hormone receptor degradation and gene transcription: an update. IUBMB life. 2005;57(7):483-90.
    59. Leavy M, Trottmann M, Liedl B, Reese S, Stief C, Freitag B, et al. Effects of Elevated β-Estradiol Levels on the Functional Morphology of the Testis-New Insights. Scientific reports. 2017;7:39931.
    60. Subhan F, Tahir F, Ahmad R, Khan ZD. Oligospermia and its relation with hormonal profile. JPMA. The Journal of the Pakistan Medical Association. 1995;45(9):246-7.
    61. Vasquez JM, Ben-Nun I, Greenblatt RB, Mahesh VB, Keel BA. Correlation between follicle-stimulating hormone, luteinizing hormone, prolactin, and testosterone with sperm cell concentration and motility. Obstetrics and gynecology. 1986;67(1):86-90.
    62. Babu SR, Sadhnani MD, Swarna M, Padmavathi P, Reddy PP. Evaluation of FSH, LH and testosterone levels in different subgroups of infertile males. Indian Journal of Clinical Biochemistry. 2004;19(1):45-9.
    63. Dianne M. Creasy, Robert E. Chapin. Recovery and Reversibility of Injury. Male Reproductive Toxicology in Fundamentals of Toxicologic Pathology. 2018;3:459-516. Available from: https://doi.org/10.1016/B978-0-12-809841-7.00017-4
    64. Neubig RR, Spedding M, Kenakin T, Christopoulos A. International Union of Pharmacology Committee on Receptor Nomenclature and Drug Classification. XXXVIII. Update on terms and symbols in quantitative pharmacology. Pharmacological reviews. 2003;55(4):597-606.

    Публикация статьи:

    «Вестник проблем биологии и медицины» Выпуск 4 Том 2 (147), 2018 год, 173-181 страницы, код УДК 615.9:632.95:612.6:591.16

    DOI:

    10.29254/2077-4214-2018-4-2-147-173-181